Морфологічні особливості нирок у 2-4-місячних щурів лінії Wistar

Вікторія Лісова, Роман Бокотько, Томаш Ґембаровський, Роман Димко, Максим Жуковський
Анотація

Актуальність дослідження зумовлена тим, що щури лінії Wistar широко використовуються у ветеринарних і біомедичних дослідженнях, однак анатомічна та мікроскопічна будова їх нирок у віці 2-4 місяців описана недостатньо. Метою роботи було вивчення особливостей анатомічної і мікроскопічної будови нирок у щурів лінії Wistar зазначеного віку. Для досягнення поставленої мети застосовано анатомічний розтин, макроскопічне дослідження нирок та гістологічний аналіз їх структурних компонентів. Встановлено, що нирки самок і самців щурів лінії Wistar у 2, 3 і 4 місяці мали типову для цього органу будову – темно-червоний колір, бобоподібну форму, капсулу з волокнистої сполучної тканини та чітке розмежування на кіркову і мозкову речовину. З’ясовано, що кіркова і мозкова речовина формували характерні структурні елементи нирки, зокрема медулярні промені, піраміди та ниркові стовпи. Під час гістологічного дослідження було встановлено, що в різних ниркових тільцях кількість клітин мезангіуму неоднакова, а при меншій кількості внутрішньоклубочкових мезангіоцитів капіляри клубочка були більш розширеними і містили більше крові. Виявлено, що у проксимальних звивистих канальцях ядра епітеліоцитів нерідко зміщені у бік просвіту, а в самому просвіті містилася білкова речовина. Дистальні звивисті канальці мали більш витягнуту форму, їх ядра розташовані центрально, а білкова речовина в просвіті не спричиняла його закупорки. Усі відділи системи збірних канальців вистелені одношаровим кубічним епітелієм зі світлою цитоплазмою та переважно центрально розташованими ядрами. Отримані результати мають практичне значення для проведення експериментальних морфологічних досліджень, а також для порівняльної анатомії, гістології та ветеринарної медицини

Ключові слова

ниркові тільця; мезангіоцити; проксимальні звивисті канальці; дистальні звивисті канальці; збірні канальці; кіркова речовина; мозкова речовина

ЦИТУВАТИ
Lisova, V., Bokotko, R., Gębarowski, T., Dymko, R., & Zhukovskyi, M. (2026). Morphological features of the kidneys in 2-4-month-old Wistar rats. Ukrainian Journal of Veterinary Sciences, 17(2), 57-74. https://doi.org/10.31548/veterinary2.2026.57
Використані джерела
  1. Alamilla-Sanchez, M., et al. (2025). Understanding renal tubular function: Key mechanisms, clinical relevance, and comprehensive urine assessment. Pathophysiology, 32(3), article number 33. doi: 10.3390/pathophysiology32030033.
  2. Bachmann, S., Sakai, T., & Kriz, W. (1986). Nephron and collecting duct structure in the kidney, rat. In T.C. Jones, U. Mohr & R.D. Hunt (Eds.), Urinary system (pp. 3-24). Berlin, Heidelberg: Springer. doi: 10.1007/978-3-642-96956-0_1.
  3. Baymuradov, R. (2026). Morphometric characteristics of normal rat kidneys at 3 months of age. Central Asian Journal of Medical and Natural Science, 7(1), 363-366. doi: 10.51699/cajmns.v7i1.3051.
  4. Bertram, J.F., Cullen-McEwen, L.A., Andrade-Oliveira, V., & Câmara, N.O.S. (2025). The intelligent podocyte: Sensing and responding to a complex microenvironment. Nature Reviews Nephrology, 21, 503-516. doi: 10.1038/s41581-025-00965-y.
  5. Blanc, T., et al. (2021). Three-dimensional architecture of nephrons in the normal and cystic kidney. Kidney International, 99(3), 632-645. doi: 10.1016/j.kint.2020.09.032.
  6. Chen, D., et al. (2024). Characterization of glomerular basement membrane components within pediatric glomerular diseases. Clinical Kidney Journal, 17(3), article number sfae037. doi: 10.1093/ckj/sfae037.
  7. Cunanan, J., Zhang, D., Peired, A.J., & Barua, M. (2025). Podocytes in health and glomerular disease. Frontiers in Cell and Developmental Biology, 13, article number 1564847. doi: 10.3389/fcell.2025.1564847.
  8. de Miguel, R., et al. (2025). Onset and progression of postmortem histological changes in the kidneys of RccHan™: WIST rats. Frontiers in Veterinary Science, 12, article number 1578579. doi: 10.3389/fvets.2025.1578579.
  9. Domínguez-Oliva, A., Hernández-Ávalos, I., Martínez-Burnes, J., Olmos-Hernández, A., Verduzco-Mendoza, A., & Mota-Rojas, D. (2023). The importance of animal models in biomedical research: Current insights and applications. Animals, 13(7), article number 1223. doi: 10.3390/ani13071223.
  10. Ebefors, K., Bergwall, L., & Nyström, J. (2022). The glomerulus according to the mesangium. Frontiers in Medicine, 8, article number 740527. doi: 10.3389/fmed.2021.740527.
  11. Ebefors, K., Lassen, E., Anandakrishnan, N., Azeloglu, E.U., & Daehn, I.S. (2021). Modeling the glomerular filtration barrier and intercellular crosstalk. Frontiers in Physiology, 12, article number 689083. doi: 10.3389/fphys.2021.689083.
  12. European Convention for the Protection of Vertebrate Animals used for Research and other Scientific Purposes. (1986, March). Retrieved from https://zakon.rada.gov.ua/go/994_137.
  13. Fedoniuk, L., Matolinets, O., Porokhovska, N., Kulitska, M., & Dovbush, A. (2025). The morphofunctional peculiarities of renal nephrons under the condition of cellular dehydratation and periods of adaptation and readaptation. Wiadomości Lekarskie, 7, 1207-1212. doi: 10.36740/wlek/208985.
  14. Finch, N.C., Neal, C.R., Welsh, G.I., Foster, R.R., & Satchell, S.C. (2023). The unique structural and functional characteristics of glomerular endothelial cell fenestrations and their potential as a therapeutic target in kidney disease. American Journal of Physiology-Renal Physiology, 325(4), 465-478. doi: 10.1152/ajprenal.00036.2023.
  15. Freire, C.G.F., Cunha, L.A., Stecca, M.A., de Brito, I.M., da Silva, R.R., da Silva, T.D., Santos, M.P., de Assunção, M.C.B., Fernandes, G.J.M., & Soares, E.A. (2025). Assessment of the effects of cigarette smoke on the renal morphology of WISTAR rats. Journal of Applied Toxicology, 46(1), 172-178. doi: 10.1002/jat.4872.
  16. Hall, A.M. (2025). Protein handling in kidney tubules. Nature Reviews Nephrology, 21, 241-252. doi: 10.1038/s41581-024-00914-1.
  17. He, B., et al. (2021). Single-cell RNA sequencing reveals the mesangial identity and species diversity of glomerular cell transcriptomes. Nature Communications, 12, article number 2141. doi: 10.1038/s41467-021-22331-9.
  18. Hoenig, M.P., Brooks, C.R., Hoorn, E.J., & Hall, A.M. (2025). Biology of the proximal tubule in body homeostasis and kidney disease. Nephrology Dialysis Transplantation, 40(2), 234-243. doi: 10.1093/ndt/gfae177.
  19. Ibezute, A.C., & Igiegie, O.D. (2024). Kidney function assessment in Wistar rats: The role of Dialium guineense and Annona muricata in modulating water balance, urinary biomarkers, and kidney histology. Bio-Research, 22(3), 2420-2431. doi: 10.4314/br.v22i3.1.
  20. Jacobson, H.R. (1981). Functional segmentation of the mammalian nephron. American Journal of Physiology-Renal Physiology, 241(3), 203-218. doi: 10.1152/ajprenal.1981.241.3.F203.
  21. Kehinde, S.A., Olajide, A.T., Ogunsanya, S.T., Fatokun, T.P., Olulana, D.I., Olabiyi, F.A., Faokunla, O., Tham, C.L., & Chusri, S. (2025). Polyethylene microplastics disrupt renal function, mitochondrial bioenergetics, redox homeostasis, and histoarchitecture in Wistar rats. Scientific Reports, 15, article number 41120. doi: 10.1038/s41598-025-24887-8.
  22. Kozhemiakin, Y., Khromov, O., Filonenko, M., & Saifetdinova, H. (2002). Scientific and practical guidelines on the care and handling of laboratory animals. Kyiv: Avitsena.
  23. Kriz, W., & Kaissling, B. (2008). Structural organization of the mammalian kidney. In Seldin and Giebisch’s the kidney (Vol. 1; pp. 479-563). San Diego: Academic Press. doi: 10.1016/B978-012088488-9.50023-1.
  24. Krubaa, P., & Yogitha, P.S. (2024). Albino Wistar rats: Advantages and limitations in biomedical research. SBV Journal of Basic, Clinical and Applied Health Science, 7(2), 61-65. doi: 10.4103/sbvj.sbvj_22_24.
  25. Law of Ukraine No. 3447-IV “On the Protection of Animals from Cruelty”. (2006, February). Retrieved from https://zakon.rada.gov.ua/laws/show/3447-15#Text.
  26. Madrazo-Ibarra, A., & Vaitla, P. (2023). Histology, nephron. Treasure Island (FL): StatPearls Publishing.
  27. Marcoux, A.-A., Tremblay, L.E., Slimani, S., Fiola, M.-J., Mac-Way, F., Haydock, L., Garneau, A.P., & Isenring, P. (2022). Anatomophysiology of the Henle’s loop: Emphasis on the thick ascending limb. Comprehensive Physiology, 12(1), 3119-3139. doi: 10.1002/j.2040-4603.2022.tb00204.x.
  28. Matouk, A.I., Awad, E.M., Mousa, A.A.K., Abdelhafez, S.M.N., Fahmy, U.A., El-Moselhy, M.A., Abdel-Naim, A.B., & Anter, A. (2023). Dihydromyricetin protects against gentamicin-induced nephrotoxicity via upregulation of renal SIRT3 and PAX2. Life Sciences, 336, article number 122318. doi: 10.1016/j.lfs.2023.122318.
  29. Mou, X., Leeman, S.M., Roye, Y., Miller, C., & Musah, S. (2024). Fenestrated endothelial cells across organs: Insights into kidney function and disease. International Journal of Molecular Sciences, 25(16), article number 9107. doi: 10.3390/ijms25169107.
  30. Patel, S., et al. (2024). Age-related changes in hematological and biochemical profiles of Wistar rats. Laboratory Animal Research, 40, article number 7. doi: 10.1186/s42826-024-00194-7.
  31. Pearce, D., Manis, A.D., Nesterov, V., & Korbmacher, C. (2022). Regulation of distal tubule sodium transport: Mechanisms and roles in homeostasis and pathophysiology. Pflügers Archiv – European Journal of Physiology, 474, 869-884. doi: 10.1007/s00424-022-02732-5.
  32. Yoshimura, Y., & Nishinakamura, R. (2019). Podocyte development, disease, and stem cell research. Kidney International, 96(5), 1077-1082. doi: 10.1016/j.kint.2019.04.044.