Для відновлення біологічних і морфологічних властивостей вибагливих бактерій при ліофілізації, одними з яких є вид стрептококи – бактерії роду Streptococcus, необхідно застосовувати дороговартісні спеціалізовані поживні середовища, які мають обмежену доступність для лабораторій. У зв’язку з цим, метою роботи було визначення найефективніших методів збереження та відновлення вибагливих мікроорганізмів на прикладі Streptococcus spp. Дослідження виконане бактеріологічним методом. Для дослідження відбиралися ізоляти Streptococcus spp., які мали властивість до альфа- або бета-гемолізу. Збір мікроорганізмів проводили у результаті бактеріологічного дослідження патологічного і біологічного матеріалів від 20 тварин (10 собак і 10 котів). Визначення та підрахунок мікроорганізмів здійснено за допомогою систем Vitek 2 compact, easySpiral і Scan 500. У результаті проведених досліджень доведено ефективність застосування різних комбінацій поживних середовищ для кріоконсервації, ліофілізації та подальшого оживлення культур. Встановлено, що найефективнішим середовищем для ліофілізації є м’ясо-пептонний бульйон з додаванням 5 % сироватки крові великої рогатої худоби, розведений 1 : 1 з середовищем Файбіча, а для відновлення після ліофілізації – м’ясо-пептонний бульйон з додаванням 5 % сироватки крові великої рогатої худоби і 5 % глюкози. За такої комбінації концентрація життєздатних клітин відповідала межам від 1.7×106 до 2.4×106 КУО/см3 . Використання інших комбінацій поживних середовищ для оживлення бактерій роду Streptococcus виявляло меншу ефективність, що відповідало концентрації життєздатних клітин у діпазоні від 1.2×105 до 2.1×106 КУО/см3 . Отримані результати підвищують ефективність методу ліофілізації вибагливих культур завдяки використанню комбінації доступних у лабораторній практиці неселективних поживних середовищ і компонентів
бактерія, кріоконсервація, ліофілізація, культуральне середовище, стрептокок
[1] Belstrom, D., Constancias, F., Markvart, M., Sikora, M., Sоrensen, C., & Givskov, M. (2021). Transcriptional activity of predominant streptococcus species at multiple oral sites associate with periodontal status. Frontiers in Cellular and Infection Microbiology, 11, article number 752664. doi: 10.3389/fcimb.2021.752664.
[2] Bircher, L., Geirnaert, A., Hammes, F., Lacroix, C., & Schwab, C. (2018). Effect of cryopreservation and lyophilization on viability and growth of strict anaerobic human gut microbes. Microbial Biotechnology Journal, 11(4), 721-733. doi: 10.1111/1751-7915.13265.
[3] Bodzen, A., Iaconelli, C., Charriau, A., Dupont, S., Beney, L., & Gervais, P. (2020). Specific gaseous conditions significantly improve Lactobacillus casei and Escherichia coli survival to freeze drying and rehydration. Applied Food Biotechnology Journal, 7(1), 1-9. doi: 10.22037/afb.v1i1.26343.
[4] Bodzen, A., Jossier, A., Dupont, S., Mousset, P.Y., Beney, L., Lafay, S., & Gervais, P. (2021). Increased survival of Lactococcus lactis strains subjected to freeze-drying after cultivation in an acid medium: Involvement of membrane fluidity cultivation in acid medium to improve bacterial survival of freeze-drying. Food Technology and Biotechnology Journal, 59(4), 443-453. doi: 10.17113/ftb.59.04.21.7076.
[5] Boey, K.P.Y., Zhu, P., Tan, H., Abdullah, M.A.B., Tang, K.F., Li, M.M., Loke, I., & Hariharan, M. (2022). Effects of cryopreservation on gram-positive bacteria contaminants in umbilical cord blood. Transfusion Medicine, 32(1), 82-87. doi: 10.1111/tme.12834.
[6] Chang, C.Y., Gan, Y.L., Radhakrishnan, A.P., & Ong, E. (2022). Acute abdomen revealed Streptococcus gordonii infective endocarditis with systemic embolism. Oxford Medical Case Reports, 1, 29-31. doi: 10.1093/omcr/omab145.
[7] Haindl, R., Totzauer, L., & Kulozik, U. (2022). Preservation by lyophilization of a human intestinal microbiota: Influence of the cultivation pH on the drying outcome and re-establishment ability. Microbial Biotechnology, 15(3), 886-900. doi: 10.1111/1751-7915.14007.
[8] Halim, M., Mohd Mustafa, N.A., Othman, M., Wasoh, H., Kapri, M.R., & Ariff, A.B. (2017). Effect of encapsulant and cryoprotectant on the viability of probiotic Pediococcus acidilactici ATCC 8042 during freeze-drying and exposure to high acidity, bile salts and heat. LWT – Food Science Technology Journal, 81, 210-216. doi: 10.1016/j.lwt.2017.04.009.
[9] Kim, D.H., Kang, S.M., Park, S.J., Jin, C., Yoon, H.J., & Lee, B.J. (2018). Functional insights into the Streptococcus pneumoniae HicBA toxin-antitoxin system based on a structural study. Nucleic Acids Research, 46, 6371-6386. doi: 10.1093/nar/gky469.
[10] Kim, S.L., Gordon, S.M., & Shrestha, N.K. (2018). Distribution of streptococcal groups causing infective endocarditis: A descriptive study. Diagnostic Microbiology and Infectious Disease, 91, 269-272. doi: 10.1016/j.diagmicrobio.2018.02.015.
[11] Meneghel, J., Passot, S., Cenard, S., Réfrégiers, M., Jamme, F., & Fonseca, F. (2017). Subcellular membrane fluidity of Lactobacillus delbrueckii subsp. bulgaricus under cold and osmotic stress. Applied Microbiology and Biotechnology, 101(18), 6907-6917. doi: 10.1007/s00253-017-8444-9.
[12] Nasran, H.S., Mohd Yusof, H., Halim, M., & Abdul Rahman, N. (2020). Optimization of protective agents for the freeze-drying of Paenibacillus polymyxa Kp10 as a potential biofungicide. Molecules, 25(11), article number 2618. doi: 10.3390/molecules25112618.
[13] Nicco, C., Paule, A., Konturek, P., & Edeas, M. (2020). From donor to patient: Collection, preparation and cryopreservation of fecal samples for fecal microbiota transplantation. Diseases, 8(2), article number 9. doi: 10.3390/diseases8020009.
[14] Oslan, S.N.H., Halim, M., Ramle, N.A., Saad, M.Z., Tan, J.S., Kapri, M.R., & Ariff, A.B. (2017). Improved stability of live attenuated vaccine gdhA derivative Pasteurella multocida B:2 by freeze drying method for use as animal vaccine. Cryobiology, 79, 1-8. doi: 10.1016/j.cryobiol.2017.10.004.
[15] Park, O.J., Jung, S., Park, T., Kim, A.R., Lee, D., Jung, Ji, H., Seong Seo, H., Yun, C.H., & Hyun Han, S. (2020). Enhanced biofilm formation of Streptococcus gordonii with lipoprotein deficiency. Molecular Oral Microbiology, 35(6), 271-278. doi: 10.1111/omi.12319.
[16] Sergeant, E.S.G. (2018). Epitools epidemiological calculators. Ausvet. Retrieved from https://epitools.ausvet.com.au.
[17] Thurnheer, T., & Belibasakis, G.N. (2018). Streptococcus oralis maintains homeostasis in oral biofilms by antagonizing the cariogenic pathogen Streptococcus mutans. Molecular Oral Microbiology, 33, 234-239. doi: 10.1111/omi.12216.
[18] Ushkalov, V., Vygovska, L., Ushkalov, A., Boianovskyi, S., Hranat, A., Tereshchenko, S., Davydovska, L., & Vishovan, Y. (2021). A study of the efficiency of culture media for the recovery of lyophilized pathogenic bacteria. Ukrainian Journal of Veterinary Sciences, 12(1), 40-50. doi: 10.31548/ujvs2021.01.005.
[19] Vekeman, B., Hoefman, S., De Vos, P., Spieck, E., & Heylen, K. (2013). A generally applicable cryopreservation method for nitrite-oxidizing bacteria. Systematic and Applied Microbiology, 36(8), 579-584. doi: 10.1016/j.syapm.2013.07.002.
[20] Weiser, J.N., Ferreira, D.M., & Paton, J.C. (2018). Streptococcus pneumoniae: Transmission, colonization and invasion. Nature Reviews Microbiology, 16, 355-367. doi: 10.1038/s41579-018-0001-8.